Received 22 December 2014; revised 20 January 2015; accepted 20
March 2015
STATINIŲ IR DINAMINIŲ STRUKTŪRŲ
ZOLIŲ IR GELIŲ BŪDU SUSINTETINTUOSE KALCIO
HIDROKSIAPATITUOSE TYRIMAS KIETOJO KŪNO 1H IR 31P
BMR BEI FTIR SPEKTROMETRIJOS METODAIS
Kalcio hidroksiapatitas, savyje
turintis amorfinio fosfato fazę (ACP-CaHA), ir
nanostruktūrizuotas CaHA buvo pagaminti tyrimams taikant zolių
ir gelių sintezės būdą. Struktūriniai abiejų junginių hidroksilo
grupių organizavimosi savitumai nustatyti 1H MAS
(‘magiško kampo sukimo’) BMR ir FTIR spektrometrijos metodais.
Parodyta, kad nanostruktūrizuotame CaHA, priešingai nei
ACP-CaHA, struktūriškai junginio karkase pririštų –OH dalis yra
žymiai didesnė už hidroksilo grupių iš adsorbuoto vandens.
Atlikta preciziška abiejų bandinių BMR signalų kontūrų formos
analizė (>4000 taškų kontūras). Nustatyta, kad 31P
BMR spektrų, tiek plačiajuosčių, tiek MAS, signalų kontūrams yra
būdinga Voigto forma. Tai reiškia, kad tiriamuosiuose
junginiuose yra keli dinaminiai vyksmai, jų indėliai į
spektrinius kontūrus aprašomi Lorentzo ir Gausso funkcijomis, o
tų vyksmų spartos gali labai skirtis. 1H ir 31P
sukinio ir gardelės bei sukinių relaksacijų trukmių (T1
ir T2) matavimai atskleidė ACP-CaHa junginyje
labai sparčius sukinių judesius. Nustatyta judesių kambario
temperatūros artumoje (~300 K) koreliacijos trukmė yra τ
~ 7 · 10–7 s eilės. Kintamo MAS dažnio poveikis 31P
signalo formai taip pat patvirtina, kad ACP-CaHa junginyje
vykstančių judesių laiko mastelis patenka į mikro- ar net
nanosekundžių skalės sritį. Nanostruktūrizuoto CaHA nevienalyčio
anizotropinio signalo išplitimo mastas 1220 ± 20 Hz puikiai dera
su 1185 Hz verte, atitinkančia 1H–31P
sukinių sąveikos skirstinio maksimumą, jis buvo nustatytas šiam
bandiniui, remiantis CP (‘kryžminės poliarizacijos’) MAS
kinetikos duomenimis. 1H–31P sukinių
sąveikos dinamika nanostruktūrizuotame CaHA yra žymiai lėtesnė (τ
~ 3.3 · 10–5 s) nei ACP-CaHA.
References
/
Nuorodos
[1] R.Z. Le Geros and
J.P. Le Geros, Hydroxyapatite, in:
Bioceramics and Their
Clinical Applications, ed. T. Kokubo (Woodhead Publishing,
Cambridge, 2008) pp. 367–394,
http://dx.doi.org/10.1533/9781845694227.2.367
[2] R.Z. Le Geros,
Calcium Phosphates in Oral Biology and
Medicine (Karger, Basel, 1991),
http://www.amazon.co.uk/Calcium-Phosphates-Biology-Medicine-Monographs/dp/380555236X/
[3] P. Pascaud, P. Gras, Y. Coppel, C. Rey, and S. Sarda,
Interaction between a bisphosphonate, tiludronate, and
biomimetic nanocrystalline apatites, Langmuir
29,
2224–2232 (2013),
http://dx.doi.org/10.1021/la3046548
[4] M. Kawashita, K. Taninai, Z. Li, K. Ishikawa, and Y.
Yoshida, Preparation of low-crystalline apatite nanoparticles
and their coating onto quartz substrates, J. Mater. Sci. Mater.
Med.
23, 1355–1362 (2012),
http://dx.doi.org/10.1007/s10856-012-4614-6
[5] K. Sunouchi, K. Tsuru, M. Maruta, G. Kawachi, S. Matsuya, Y.
Terada, and K. Ishikawa, Fabrication of solid and hollow
carbonate apatite microspheres as bone substitutes using calcite
microspheres as a precursor, Dent. Mater. J.
31, 549–557
(2012),
http://dx.doi.org/10.4012/dmj.2011-253
[6] J. Kolmas and W. Kolodziejski, Inverse
31P→
1H
NMR cross-polarization in hydrated nanocrystalline calcium
hydroxyapatite, Chem. Phys. Lett.
554, 128–132 (2012),
http://dx.doi.org/10.1016/j.cplett.2012.10.025
[7] W. Kolodziejski and J. Klinowski, Kinetics of
crosspolarization in solid-state NMR: A guide for chemists,
Chem. Rev.
102, 613–628 (2002),
http://dx.doi.org/10.1021/cr000060n
[8] R. Mathew, P.N. Gunawidjaja, I. Izquierdo-Barba, K. Jansson,
A. Garcia, D. Arcos, M. Vallet-Regi, and M. Eden, Solid-state
31P
and
1H NMR investigations of amorphous and
crystalline calcium phosphates grown biomimetically from a
mesoporous bioactive glass, J. Phys. Chem. C
115,
20572–20582 (2011),
http://dx.doi.org/10.1021/jp206237n
[9] A. Vyalikh, P. Simon, E. Rosseeva, J. Buder, R. Kniep, and
U. Scheler, Intergrowth and interfacial structure of biomimetic
fluorapatite-gelatin nanocomposite: A solid-state NMR study, J.
Phys. Chem. B
118, 724–730 (2014),
http://dx.doi.org/10.1021/jp410299x
[10] A. Vyalikh, P. Simon, T. Kollmann, R. Kniep, and U.
Scheler, Local environment in biomimetic hydroxyapatite-gelatin
nanocomposites as probed by NMR spectroscopy, J. Phys. Chem. C
115,
1513–1519 (2011),
http://dx.doi.org/10.1021/jp1082399
[11] S. Hayakawa, T. Kanaya, K. Tsuru, Y. Shirosaki, A. Osaka,
E. Fujii, K. Kawabata, G. Gasqueres, C. Bonhomme, F. Babonneau,
C. Jäger, and H.J. Kleebe, Heterogeneous structure and
in
vitro degradation behavior of wet-chemically derived
nanocrystalline silicon-containing hydroxyapatite particles,
Acta Biomater.
9, 4856–4867 (2013),
http://dx.doi.org/10.1016/j.actbio.2012.08.024
[12] J. Kolmas, A. Jaklewicz, A. Zima, M. Bućko, Z. Paszkiewicz,
J. Lis, A. Ślosarczyk, and W. Kolodziejski, Incorporation of
carbonate and magnesium ions into synthetic hydroxyapatite: The
effect on physicochemical properties, J. Mol. Struct.
987,
40–50 (2011),
http://dx.doi.org/10.1016/j.molstruc.2010.11.058
[13] D. Termine and A.S. Posner, Infra-red determination of the
percentage of crystallinity in apatitic calcium phosphates,
Nature
211, 268–270 (1966),
http://dx.doi.org/10.1038/211268a0
[14] T. Ishikawa, A. Teramachi, H. Tanaka, A. Yasukawa, and K.
Kandori, Fourier transform infrared spectroscopy study of
deuteration of calcium hydroxyapatite particles, Langmuir
16,
10221–10226 (2000),
http://dx.doi.org/10.1021/la0004855
[15] Z.H. Cheng, A. Yasukawa, K. Kandori, and T. Ishikawa, FTIR
study on incorporation of CO
2 into calcium
hydroxyapatite, J. Chem. Soc. Faraday Trans.
94,
1501–1505 (1998),
http://dx.doi.org/10.1039/a708581h
[16]
OriginLab Corporation,
http://www.OriginLab.com
[17]
http://www.ptc.com/product/mathcad/
[18] V. Klimavicius, A. Kareiva, and V. Balevicius, Solid-state
NMR study of hydroxyapatite containing amorphous phosphate phase
and nano-structured hydroxyapatite: Cut-off averaging of CP MAS
kinetics and size profiles of spin clusters, J. Phys. Chem. C
118,
28914–28921 (2014),
http://dx.doi.org/10.1021/jp510229f
[19] K. Ohno, M. Okimura, N. Akai, and Y. Katsumoto, The effect
of cooperative hydrogen bonding on the OH stretching-band shift
for water clusters studied by matrix-isolation infrared
spectroscopy and density functional theory, Phys. Chem. Chem.
Phys.
7, 3005–3014 (2005),
http://dx.doi.org/10.1039/b506641g
[20] M.M. Maricq and J.S. Waugh, NMR in rotating solids, J.
Chem. Phys.
70, 3300–3316 (1979),
http://dx.doi.org/10.1063/1.437915
[21] M.J. Thrippleton, M. Cutajar, and S. Wimperis, Magic angle
spinning (MAS) NMR linewidths in the presence of solid-state
dynamics, Chem. Phys. Lett.
452, 233–238 (2008),
http://dx.doi.org/10.1016/j.cplett.2007.12.071
[22] V.I. Bakhmutov,
Solid State NMR in Materials Science
(CRC Press, Boca Raton, 2012),
http://www.amazon.co.uk/Solid-State-NMR-Materials-Science-Applications/dp/1439869634/
[23] I. Doroshenko, V. Balevicius, V. Sablinskas, K. Aidas, G.
Pitsevich, and V. Pogorelov, FTIR/PCA study of propanol in argon
matrix: The initial stage of clustering and conformational
transitions, Low Temp. Phys.
40, 1384–1390 (2014),
http://dx.doi.org/10.1063/1.4902228